1　微生物生长与调节

1.1　微生物的生长

活细胞的最基本的生命特征是生长和繁殖。对生长的定义不同学科的学者有不同的见解。细胞生物学家关注单细胞的形态变化，特别是细胞的分裂方式；而生化学者对成千个与生长有关的酶反应、动力学及代谢途径感兴趣，认为生长是所有化学成分有秩序地相互作用的结果。生物物理学者则认为，细胞是热力学不平衡的开放系统，与其周围环境进行物质与能量的交流，特别表现在熵的溢流上。生化工程师把生长看作是生物催化剂数量的增长，通常以质量和细胞数目的增长来表达细胞的生长。分化（differentiation）则是生物的细胞形态和功能向不同的方向发展，由一般变为特殊的现象。

为了控制菌体的生长，需要了解生长的方式，细胞分裂和调节的规律，测量微生物生长的各种办法，微生物生长繁殖的形式与工业生产的关系，环境变化对微生物生长的影响。在此基础上设计合理的培养基配方和工艺条件。有许多迹象表明，微生物的分化和产孢子的过程与次级代谢产物的合成有某种联系。因此，研究微生物的生长分化规律无疑是发酵调控原理的一个重要组成部分。

1.1.1　生长的形式

为了测量微生物的生长，需研究不同类别微生物的生长性质，确立其生长测定的若干原理。研究的对象将主要放在工业生产菌种上，着重研究其遗传背景、复制的机制和生长的形式。

1.1.1.1　细菌的生长

细菌属于原核生物。其代谢方式尽管各式各样，但都有相似的细胞结构和繁殖机制。根据革兰氏染色的不同，可分为革兰氏阳性和阴性细菌，前者的细胞壁的主要组成是含有30分子层的多糖胞壁质；后者的细胞壁主要是由单层的多糖胞壁质，以及脂多糖和脂蛋白组成。原核生物没有核膜和细胞器。

细菌是通过一分为二的裂殖过程繁殖的。新生的两个细胞具有相同的形态和组成，其细胞组分、蛋白质、RNA和基因组是一样的。细胞的分裂，如图1-1所示，是由细胞壁的向内生长启动的，最终形成一横断间隔，继而间隔分裂，形成两个相同的子细胞。每个子细胞均保留亲代细胞壁的一半。这两种菌的细胞壁合成方式不同，阳性菌是沿着中纬带，而阴性菌是沿着整个细胞壁，以居间并生方式合成的。

细菌的菌龄一般以培养时间表示，但实际上其真实菌龄应以繁殖的代数表示。细菌的个体很小，一般为1μm左右。它们以单个、成双、呈链或簇状存在，有些带鞭毛，能运动，有些能形成芽孢。典型细菌的湿重为1.05～1.1g/cm3，单个细胞的干重约为10-12g，其密度为1.25g/cm3。有些细菌（如大肠杆菌）的倍增时间在最佳生长条件下为15～20min，在一般情况下为45～60min。细菌的大小随生长速率而异（见1.2.4节）。细菌在双碟上的菌落形态具有种的特异性。

1.1.1.2　酵母的生长

酵母属于真核生物，它不形成分生孢子或气生菌丝。在其生长周期中部分时间以单细胞形式存在。其常见的生长方式是出芽繁殖，酵母细胞的体积起初逐渐增大，到一定程度便开始出芽。在芽成长期间母细胞加上子芽的体积几乎维持不变，芽长大的同时母细胞缩小，如图1-2所示。

在子细胞与母细胞间形成横隔后，子细胞脱离。新生的子细胞比其母细胞小些，生长速率快些，最终长成跟母细胞一样。子细胞脱离后在母细胞表面留下一个芽痕。按其出现的位置可将酵母芽殖方式分为两类：一类是两极性，母细胞轮番在其两端同一位置上萌芽；另一类是多极性的，母细胞萌芽每次出现在不同的位置上，如酿酒酵母。从芽痕的数目有可能确定酵母的菌龄。如子细胞不与母细胞脱离，便形成链状，称为假菌丝，见图1-3。酵母细胞大小取决于其生长速率，其倍增时间愈短，细胞愈大。

Yoda等对酵母的泡囊运输与高尔基体作过一篇较全面的综述［1］。酵母细胞构建了一种复杂的胞内膜系统，把细胞分隔成几个能就地进行高效生化反应的间室。它们也建立了输送适当材料到各间室中去的系统。泡囊运输是一种连接细胞中大多数主要细胞器的投递系统。高尔基体占据了内质网与核内体（endosome）/液泡、质膜之间的交通中心位置。投递是通过材料的成熟与分拣过程。他们通过研究高尔基体，鉴别了泡囊运输的每一种特性。现已能充分地从分子水平解释如何借材料的分拣，给体萌芽，拴接，入坞与融合到目标处来进行运输。泡囊的生成、消耗的循环过程见图1-4。

待分泌的蛋白质从内质网被集中于罩上外衣的COPⅡ泡囊，然后输送到早期高尔基体间室，在那里被修饰，分类和输送到其最终目的地。可溶性蛋白与膜蛋白通过其固有的固位机制维持其适当的定位作用。这类固位机制部分涉及蛋白质-蛋白质的相互作用与逆行输送到罩上外衣的COPⅠ泡囊处。

1.1.1.3　菌丝的生长

霉菌和放线菌均为丝状微生物。其生长方式是孢子发芽，长出芽管，形成菌丝（hyphae），末梢伸长、分枝（图1-5）和交错成网（图1-6），称为菌丝体（mycelium）。早期的生长靠孢子固有的养分，长成一定长度其横切面有间隔膜的菌丝后，靠吸收培养基中的养分生长。真菌属真核生物，为多细胞，且每个细胞含有多个细胞核和各种细胞器。细胞一旦形成后便保持其完整性，且其菌龄与相邻细胞的不同，越靠近末梢的菌丝越年轻。放线菌、链霉菌和诺卡氏菌属均属于放线菌，为原核生物，革兰氏染色呈阳性。它们无核膜和细胞器，其菌丝直径（约1μm）比霉菌（2～10μm）细，易折断。许多真菌能形成孢子，称为分生孢子。

图1-6显示产黄青霉菌丝团形成与解体过程的形态变化。菌丝团（球）生长的密实程度受培养条件（如搅拌、供氧和温度）的影响，特别与碳源的性质有关。已知使产黄青霉生长过程中菌丝团变得密实的条件有：过程添加易利用的碳源，如葡萄糖；搅拌加快；供氧改善。反之，用乳糖、搅拌缓慢或供氧跟不上，则菌丝团变得疏松。如溶氧低于某一临界值，菌丝则不成菌丝团，结果发酵液的黏度增加，搅拌效果差，溶氧更低，导致菌的生长和产物的合成受到严重的影响。因此，控制球状产黄青霉的生长状况成为青霉素高产的关键之一。

菌丝长度受遗传控制并与生长环境有关。在沉没培养时以分散的菌丝体或菌丝团（球）形式存在。环境对菌丝生长的形式有很大影响，如在深层培养时易受搅拌器的剪切作用，反过来，菌丝生长的形式亦会影响菌丝团内部的理化环境。菌丝团内细胞所处的环境与菌丝团外部或分散生长的细胞所处的不同，如图1-7所示，菌丝团内部的营养物质与代谢产物的分布是不均匀的。由于分解代谢和扩散阻力，越靠近菌丝团中心，养分浓度越低。菌丝团大而紧会因内部缺氧和养分而自溶。此外，菌丝团内部代谢产物的积累会使菌的生长处于不利的环境中。

1.1.1.4　细胞群体的生长

细菌借二等分分裂繁殖，但两个子细胞可能以不同的生长速率生长，其分裂也不一定同步。因此，在一正在生长的群体中存在范围广的不同世代时间（generation time），故群体的“倍增时间”（doubling time）这一术语通常是指测量的时间，而不是平均世代时间。尽管个体世代时间有不同，一般，只要外界环境无太大变化，细胞群体以相对恒定的倍增时间增殖。因此，细胞群体（数目N）经培养一代时间（td），便产生2N个子细胞，再过一代便得22N个子细胞。这一进程可用指数系列表示：

20N0→21N0→22N0→23N0→24N0→2nN0

式中，N0为初始群体数目；n是经时间（t）的培养物倍增的次数。

由此可得：n=t/td。

因此，在n次倍增后细胞的数目（Nt）与初始细胞数目的关系可用式（1-1）表达：

　　 （1-1） 　　

以对数方式表示，得：

故以细胞数目的对数与培养时间作曲线可得一直线，其斜率为0.693/td。

另一种表示生长速率的方法是，假定在任何时间（t）与细胞数目的增长速率（dN/dt）正比于已经存在的总细胞数目，则得：

　　 （1-2） 　　

式中，μ是一常数，一般称为比生长速率，h-1。

式（1-2）经积分得：

由此，可确立比生长速率与倍增时间之间的关系。对应倍增时间t=td，Nt=2N0的培养物：

　　 （1-3） 　　

由于生物量（biomass）的测定一般比细胞数目的测量要准确，基本的生长方程式通常用质量而不是数量来表达。常规表示菌浓和比生长速率分别用x和μ表示（）。

比生长速率μ受环境条件的影响很大。在自然界生态系统中微生物的比生长速率的变化很大，而在实验室，可以控制培养物的比生长速率长时间不变。

1.1.1.5　细菌群体的生长周期

将少量细菌接种到适当的培养基中，一般不会立即开始生长，存在一可变的停滞期（lagphase）。一旦生长开始，便很快（常少于10次倍增时间）进入对数或指数生长期（logarithmic or exponential phase）。然后，生长中止或达到一种动态的平衡，于是培养物便进入所谓静止期（stationary phase），这以后细胞逐渐死亡和自溶。故细菌的生长周期一般可分为停滞期、指数生长期和静止期。

（1）停滞期　刚接种后的培养物，如原来已进入静止期，便需要有一段较长的适应时间生长才能恢复，因在静止期细胞的化学成分曾发生显著的变化（后面还会详细介绍）。如接种的种子仍处在指数生长期，停滞期一般会短许多，甚至无。若细胞接种到和原来的成分大不相同的培养基中，即使原来生长旺盛的细胞，其停滞期也会延长。有许多因素是通过阻碍细胞的适应和（或）生长过程来使停滞期延长的。尤其是小接种量的培养物比大接种量的培养物对这些因素更为敏感。例如，某些固氮菌在固定氮时对氧非常敏感。接种量小的培养物在新鲜氧饱和的培养基中无法固定氮而不能生长，而接种量大的培养物很快将培养基中的氧消耗到不至于阻碍氮的固定，故生长可以继续。同样，即使是异养菌，对CO2也有一定的需求，一般分解代谢生成的CO2完全能满足其自身的需求。然而，接种量过小而前期又剧烈通气搅拌和pH小于7的情况下，需CO2的反应受阻，从而影响生长。在这种情况下添加低浓度的TCA循环中间体，如延胡索酸、琥珀酸或苹果酸可能会“点燃”生长。

通常，从不太能满足需求的培养基移种到较能满足需求的培养基，其停滞期缩短；相反，如培养物从丰富培养基移种到贫乏培养基，停滞期一般会延长。这是由于受丰富培养基组分阻遏的生物合成必须重新启动后生长才能恢复。但这种情况对自养菌不适用，因复合有机养分的存在会抑制其生长。

（2）指数（对数）生长期　停滞期可看作是代谢调整阶段，不久便会进入细胞高分子组分的平衡合成（即生长）和繁殖阶段。如前所述，比生长速率受环境条件，特别是培养基的丰富程度（主要是碳源）的影响。一般异养菌在含有复合有机成分，如氨基酸、嘌呤、嘧啶和维生素等的培养基中的生长比在简单的矿物盐培养基中要快。通常，在补充有碳源，特别是含葡萄糖的矿物盐培养基中的生长比其他碳源快些。

对兼性厌氧菌来说，有氧下的生长通常比无氧快些。这反映出在有氧条件下微生物合成ATP的效率更高。此外，生长在需要花费更多的能量来同化的基质，如硝酸盐，比花费能量少的，如氨，通常要慢些。温度、pH、渗透压等对生长的影响，请参阅1.1.3节。

（3）静止期　一些必需养分随生长不断消失，终产物却以指数方式增长。待主要养分耗竭，生长也就中止。在含有有限的碳源的合成培养基中从指数生长期转到静止期是突然的，但对生长在复合培养基的培养物，其过渡时间较长，一些辅助的碳基质（主要是氨基酸）先后耗竭。“静止”并不是指所有的生化活动都停止。进入静止期确实常出现很大的代谢变化。对产芽孢的细菌，如枯草杆菌，某些养分的耗竭启动相继的形态变化，随后在母细胞内形成高度稳定的休眠芽孢。细胞在形成芽孢的过程中在代谢方面不是静止的，而是顺序合成许多酶和新化合物。

静止期的出现也不总是必需养分缺乏的缘故。生长通常伴随pH的改变，有时这一改变也会抑制细胞的进一步合成。即使生长在中性糖中和产生唯一的分解代谢终产物CO2，也可能引起pH的显著移动。这可能是由于阳离子（、K+和Mg2+）与阴离子（、）的吸收比例失调。例如，枯草杆菌可能含有占干物质12％的氮和5％的钾，而细胞的磷和硫含量分别为3.5％和0.5％ DCW（细胞干重）。因此，被同化的、K+与、的分子比为7，其电荷比为2.5。在革兰氏阴性细菌中也存在类似的不平衡，尽管细胞钾和磷的需求低许多。细胞生长在葡萄糖为唯一的碳源中会使培养液的pH不断下降，除非初始培养基加有强缓冲剂。相反，生长在乙酸盐、乳酸盐或琥珀酸盐中会使pH升高。这是由于阴离子的消耗比阳离子多所致，生长常由于pH的升高而停止。

1.1.2　生长的测量

微生物的数量是微生物和其他生物过程的很重要的过程状态变量。要了解生物反应系统中生物催化剂的效率就离不开此状态参数。生物的代谢活动与菌的生长直接相关，为此，需要获得单位细胞量的养分消耗与产物形成的信息。菌量是可利用的生物催化剂的一种简单度量，它在生长速率与产物合成、得率系数以及比速率和物料衡算方面是一关键的参数。菌量的测定对次级代谢物的生产尤为重要，如所需产物为菌的代谢产物，便存在菌的生长、菌体浓度的优化控制问题。如生产菌的浓度（X）低，合成产物的数量P（=QX）不会多；菌生长过于旺盛，如X≫XC（临界菌浓），则菌的比生产速率Q（表征菌的生产能力）降低，产量P也不会高。故优化菌浓是工艺控制的一重要环节。那么，菌浓可用什么方法表示和测量？通常单细胞生物以细胞的个数或重量表示，菌丝体则以重量表示；也有用细胞的某一代表性组分（如核酸含量）或代谢活动（如呼吸的强弱）来表示。在含有非细胞性固体的培养液中难以用直接方法测量细胞的数目和干重。据此，有不少研究者在寻找一种能用于这种情况的准确有效的方法。这方面的进展，将使发酵工艺控制技术跃上一个台阶。无论用什么方法，在解释结果时应谨慎从事。在实际生产过程中可将菌浓的测量分为在线和离线两种。优化取样的时间很重要，可节省精力，以及获得更多的与生长有关的信息。Singh等对生物量测定作了较系统和全面的综述［2］。

1.1.2.1　细胞数目的测量

细胞数目的测量可采用以下几种方法，表1-1列举了它们依据的原理、优缺点和适用范围。

（1）库尔特计数器　此装置的原理如图1-8所示，经稀释的培养物被置于含有电解质的容器内，里面放有一根管子，在管内与容器内各安上一电极，以形成一电位差。抽真空使预先定量的液体穿过小孔进入管内，每一个细胞通过小孔时电阻增加，电流下降。电流下降的幅度与细胞体积成正比。采用一种脉冲强度分析仪，便可测出细胞的总数和细胞大小分布状况。有各种孔径的库尔特计数器，孔径为30μm的一种适用于测量细菌，但小孔易被灰尘堵塞。该仪器可计数到每秒500个细胞，测量一个样品仅需几秒钟，每小时可自动处理40个样品，效率是人工的50倍。

（2）流动式细胞光度计　这是一种把细胞分析与分拣结合在一起的仪器，如图1-9所示。

培养物在液流中被稀释，细胞被轴向地分开，当流动的细胞遇到激光光束时反射回的散射光可用于计数。如激光波长选择在会使细胞发出荧光的波段中，这种荧光能反映出细胞的若干特性，从而可以分析细胞中的核酸、染色蛋白质或荧光抗体等物质的含量。此仪器还具有收集特殊细胞群体的功能。细胞分拣是让含有所需细胞的液滴带上电荷进行的。通过细胞的荧光信号可辨别所需的细胞。当液滴经过带有电荷的偏转板装置时，所需的细胞液滴因带电荷而偏转向一收集器。用此装置可计数、分析和收集大量特殊细胞，每秒可达3000个。此技术的关键在于能否使所需细胞带上能检出荧光或光散射标记，在筛选大量基因工程菌和产生单克隆抗体的杂交瘤细胞方面日益显示其重要性。

Katsuragi等对流动式细胞光度计的应用作了一篇较全面的综述［3］，特别是在细胞分拣方面可用于测量细胞的组分、肽和核苷酸的序列、细胞功能与酶的活性。

1.1.2.2　细胞量的测量

以细胞量来表征生长情况虽然有不足之处，但在工艺控制和工程上仍不失为一种切实可行的手段。在工艺控制上菌（体）浓（度）是一个重要的状态参数，菌浓的失控将严重影响产物的合成。然而，工业发酵多数用含大量难溶的固体复合培养基，给菌量的测定带来很大的困难。由于菌浓对工艺控制的重要性，各国研究人员想了许多办法，尤其希望能在线获得有关生长方面的信息，便于加强工艺控制。在工程方面如不能确定研究对象在过程中的数量变化，就难以有针对性地设计更为先进高效的反应器。一些间接参数，如呼吸强度、比生长速率、生产强度（比生产速率）和比基质消耗速率均需知道菌浓才能求得。

菌浓的测量先要将菌体从发酵液中分离出来。一般采用离心或过滤方法。前者的缺点是洗涤不方便，操作时间较长，离心过程中菌仍在活动，使菌量变化，细胞干燥后误差较大；后者所需的样品量少，易洗涤，时间短，但需防止细胞的流失，不适用于黏稠的样品。其他一些方法的优缺点以及适用范围见表1-2。

①如离心后细胞与非细胞固形物有明显界限，可测量细胞所占体积，取一定量的湿细胞，烘干，称重，计算其含水量，便可求得较准确菌浓。例如，将5.0mL湿细胞烘干后，细胞干物质占湿菌的20％，密度约为1.0g/mL，则菌浓=压缩细胞体积/5（g/L）。

成像分析（image analysis）法对于微生物的分类和菌量的估算是一种有用的手段。发酵液的样品用显微镜放大约10倍，图像通过一成像分析软件，用计算机处理，以求得菌的分类与计量。但这种方法仍需若干试探性调整，以调节其临界值和排除干扰。

Krairak等采用成像分析来精确测量生产黄色色素的单孢菌属菌团的重量［4］。其分析方法扼要介绍如下：稀释培养液样品，借沉降作用分成菌丝体与菌团两个部分。将含菌团的双碟置于日光反射镜下。经校准后用CCD照相机（Teleris2-KAF1400-3）摄下整个样品的反射镜映象，照相机配有Nikon镜头（AF Micro Nikkor 60mm，1:2.8）。影像用一计算机的共享图像加工与分析程序NIH成像进行分析。用一图形分辨率为1024×1024像素和12位的灰度值来记录图像。经遮蔽和校准目标与背景分离后，通过应用一阈值可以获得一种二进制映象。经二进制映象分析后记录目标区域及最大灰度值与平均灰度值。按下式计算生物量与菌团部分的生物量。据报道［5］，目标的灰度值代表其密度，可以回溯到一三维的形态结构。用Lambert与Beer定律模拟，计算生物量（M），如下：

　　 （1-5） 　　

式中，A、c、d、G0、G与k分别为目标面积（cm2）、浓度（mg/L）、三维扩展（cm）、最大灰度值、平均灰度值及比例因子［（L/mg）/cm］。

菌浓也可以间接测量，其准确度受多方面的影响，已少用。有兴趣的读者可参阅本书第二版的第9～12页。

1.1.2.3　生物量的在线测量

近年来，在实验室与工业规模的生物过程中优化控制方法有了长足的进步［6］，见表1-3。在使用现代技术来优化生物过程方面虽然遇到一些困难，但这些方法在实时分析、提高现有的工艺水平上具有明显的优势。

在许多测量菌量的方法中理想的办法是直接监测生物反应器内的生物催化剂，这是控制工业发酵的现有重要参数之一。电子传感器能传送代谢速率或生物量的低阻抗模拟或数字信号，但在使用这些现代技术时会遇到一些困难。

（1）微量热法　发酵产生的热量同生长与产物形成有化学计量关系，可利用来间接估算生物量。在发酵过程中热的输入与输出具有式（1-6）的关系：

Qacc=Qf+Qag-Qe-Qs-Qcond-Qcool　　（1-6）

式中，Qacc为热的积累；热的输入项Qf、Qag分别为发酵热和搅拌热；输出项Qe、Qs分别为蒸发损失和空气中显热损失；Qcond为导热损失［=（T0-Tf）uA］；Qcool为冷却系统的热损失（=WCpΔT）。

有两种方法可以从式（1-6）求得发酵热：

第一种是稳态热平衡法，在热的累积Qacc=0时：

Qf=Qcond+Qcool+Qe+Qs-Qag　　（1-7）

代入各项的热等式得：

Qf=WCpΔT+（T0-Tf）uA+FCp，airΔTair+FHλ-KNn　　（1-8）

式中，W是冷却水流速；Cp是冷却水比热容；ΔT是冷却水的温差；u是总的传热系数；A是发酵罐的导热面积；T0和Tf为罐内与罐外温度；F是气体流速；Cp，air是空气热容量；ΔTair是气体流经发酵罐的温差；H是在温度Tf下空气中饱和水蒸气的含量；λ是蒸发汽化热；K是把搅拌热与N（搅拌转速）的n次关联起来的比例常数。

显热损失通常比Qf小得多，可忽略。如用水将输入空气在Tf下饱和，则蒸发热也可忽略。也可用干湿球温度计测量进出口空气，求得Qe。搅拌热可用KNn估算，其中K与n宜从经验中求得，n值一般为2～3。

第二种测量发酵热的方法是动态法。在式（1-6）的Qcool=0时：

Qf=Qacc+Qcond+Qe+Qs-Qag　　（1-9）

Qf=MCpΔT/Δt+（T0-Tf）uA+FCp，airΔTair+FHλ-KNn　　（1-10）

将冷却水关闭后，测量随时间而变化的温度（ΔT/Δt），按式（1-10）便可求得Qf。以酿酒酵母为例，产热的速度与比生长速率成正比。每克细胞所产生的热量K=4.4kcal。其热得率（每克细胞产生的热）取决于基质利用效率（g细胞/g基质），细胞得率随时间变化，热得率K也在变。从图1-10可见，当细胞得率处于同一值时（如0.5），基质的氧化状态越低，热得率就越高，即甲烷>十六烷>乙醇>甲醇>葡萄糖。

新生霉素发酵前期（0～38h）热量的产生与菌的生长关系对应得很好。但在生产期热量继续以0.095（kcal/g）/h的速率产生，而此时生物量的增长中止。这相当于葡萄糖的比消耗速率为0.025（g/g）/h。这是细菌和霉菌用于维持除生长以外的各种活动所需的能量消耗。热量的产生和葡萄糖的消耗均与抗生素的产生有关，每克葡萄糖的消耗相当于产生20mg新生霉素。因此，产生的热量对监测整个发酵的生长与生产有参考价值。

热量的产生与氧耗速率也相对应。用大肠杆菌（葡萄糖为碳源）、假丝酵母、枯草杆菌、黑曲霉（葡萄糖或糖蜜为碳源）进行试验，所得关系式为：

　　 （1-11） 　　

故只要知道与产热Qf［（kcal/L）/h］的相关系数，便可以从氧吸收数值求得发酵热。用CO2生成速率也可推出类似的关系式：

　　 （1-12） 　　

式中的相关系数。有人用Ciba-Geigy热流-量热计监测生物过程。当Kluyveromyces fragilis在好氧气条件下生长在乳糖合成培养基中时，热的产生与生物量成正比。生长条件的改变并不影响热与生物量的比值保持恒定，为10.59kJ/g DCW。量热计也适用于测量缓慢生长的细胞，如杂交瘤细胞。

（2）培养物荧光法　测量培养物的荧光可以实时估算菌浓。荧光主要来自胞内NADH和NADPH。有人曾用荧光传感器，如荧光检测系统（Biochem Technology，Malbern）来测量生物量［7］。这种方法的主要限制是NADH随生理状态而变。

（3）电容、电导和阻抗法　监测培养基电导率的变化可以获得有关生长的信息。培养基的离子浓度因微生物的代谢物而改变。电导率用于表征溶液的离子浓度，因而可以作为细胞群体的可靠度量。此法快捷，更为准确，灵敏，即使只有一个活的微生物也能测出来［8］。用一种数字电导仪PW09527（Philips Co.，England）测量的电导率与植物细胞量在10g/L范围内呈线性关系。

在补料分批培养的色素生产中很难利用光密度准确测量细胞浓度，Krairak等采用一种电容探头（胶体电介体探头HPE5050A型，Hewlett-Packard公司）［9］来在线监测发酵液的电容率值，使用频率为184kHz，100周波数（cycle），总取样时间为7min。

测量生长培养基中的阻抗变化可以得知微生物的生长活动。酵母的生长引起阻抗的增加，而细菌使之降低。这种差异可作为啤酒酿造的质量控制，有一种阻抗计可用于监测啤酒是否受到杂菌的污染。有人曾在FIA系统中使用电化学方法在线监测大肠杆菌，发现此法快捷，且与经典的菌落形成单位测定方法有很好的对应关系［10］。

Xiong Z Q等［61］在50L发酵罐内安装了一种电容探头，实时在线监测酿酒酵母谷胱甘肽补料-分批发酵过程中活菌浓度，并同时离线测定细胞干重（DCW）、离心压缩细胞体积（PMV）、菌落形成数（CFU）。结果显示，CFU与电容量的相关系数R=0.995。在谷胱甘肽发酵期间用此法估算比生长速率，比用OUR和CER法更可靠。因此，电容探头可用于复合培养基中实时监测补料-分批高密度培养过程的活菌浓度。

（4）就地显微法　Bittner等报道了一种能就地在线测定生物量的显微法。在发酵期间反应器中可在线显微观察微生物的传感器［11］。此传感器是一种在线显微镜（ISM），在其测量室内含有一直接的光源，整合于一25mm不锈钢管中，有2台CCD摄像机和两个帧捕获器。所得数据由一自动成像分析系统处理。

ISM通过生物反应器的标准开口插入罐内，浸入培养基中。显微观察是在测量室中进行的，测量室位于传感器头的前沿。观察室定期开启和关闭。在开启状态下，反应器中的液体不受限制地流入室内；关闭后，室内便装有2.2×10-3mL的液体。在室内细胞的流动停止后的几秒内便被显微镜检测。

（5）在线监测尾气中CO2与氧含量　发酵过程中CO2的生成是另一种生长指标，特别适用于早期生长阶段。在对数生长期CO2的释放在一定条件下与细胞量成正比。但培养条件的变化有时会影响菌量的测定，因pH即使是很小的变化也可能明显影响CO2的释放量。监测CO2的生成是跟踪生长活动的有效方法。最常用的是红外分析仪和质谱仪。这两种仪器均可接通多个发酵罐。计算CO2释放速率需借助于式（1-13），同时需要知道氧的吸收与气流速率。

　　 （1-13） 　　

式中，CER为CO2释放速率，（mol/L）/min；Fn为N2流速，mol/min；V为液体体积，L；p为总压力（与分压相同），Pa；pc［out］为排气CO2分压，Pa；pw［out］为排气水蒸气分压，Pa；po［out］为排气O2分压，Pa；pc［in］为进气CO2分压，Pa；pw［in］为进气水蒸气分压，Pa；po［in］为进气O2分压，Pa。

用CO2生成速率监测生长，无需无菌取样便能精确测定排气中的CO2含量。单位细胞量生成的CO2取决于分解代谢途径及产能分解代谢与耗能合成代谢偶合的效率。对于许多好氧或厌氧发酵，上述因素几乎不变。在产黄青霉生长期间，CO2生成速率是细胞生长的指标。CO2是分解代谢的最终产物，它与ATP的生成有关。若每摩尔ATP所产生的细胞量是恒定的，且ATP以恒定速率合成，则CO2的生成速率与细胞的生长成正比关系。确切的比例取决于ATP的产生途径，如在好氧条件下则取决于末端氧化的电子传递效率。若生长与分解代谢未偶合（如静息细胞代谢），则这种相关性便不成立。

氧吸收的测量也可以作为细胞活性的度量。活菌的氧吸收速率相当稳定，所以氧的吸收可与生物量关联，条件是未出现主要的生理变化，如对新能源的适应。有人发现，在不同碳源上生长的一些酵母，其氧吸收速率可作为代谢活动的指示。在好氧培养中热的释放速率与氧细胞得率（形成单位细胞量的氧的吸收）的关联较好。

1.1.3　环境对生长的影响

环境因素会影响菌的生长和产物的合成，故有必要了解微生物代谢调节与环境之间的关系。微生物与环境是相互影响的。微生物在生长和适应环境过程中会改变其所在的环境，有时是为了提高其竞争优势。了解环境对微生物的生长是为了控制其生长，为提高产品的质和量服务的。微生物生长的好坏，菌量的多寡直接影响生产。控制生长可从物理或化学因素着手。

1.1.3.1　物理环境

一些物理因素，如温度、搅拌、空气流量、超声波和膜过滤等对生长均有不同程度的影响。

（1）温度　不同的微生物，其最适生长温度和耐受温度范围各异。嗜冷菌、嗜温菌、嗜热菌和嗜高温菌的最适生长温度分别为18℃、37℃、55℃和85℃左右，其共同特点是菌在低于最适生长温度的温度范围内比在高温度范围内有更强的适应力；其生长温度的跨度为30℃左右。

微生物的生长速率可用式（1-14）表示：

dx/dt=μx-αx　　（1-14）

式中，μ为比生长速率；α为比死亡速率。

一般，温度对比生长速率与比死亡速率的影响可用Arrennius方程表示：

　　 （1-15a） 　　

　　 （1-16a） 　　

式中，A和Ea分别为Arrennius常数和活化能；R和T分别为通用气体常数和热力学温度。

将生长速率对热力学温度的对数作曲线得：

　　 （1-15b） 　　

　　 （1-16b） 　　

从图1-11（b）可以看出，在高温或低温下温度与生长速率的关系偏离线性。在高温下会引起蛋白质的变性，并伴随酶的失活。不是所有细胞蛋白质都是热不稳定的，但只要一个关键酶被钝化，便会导致生长的停止。一种对生长必需的酶的改变会使生长对热变性比野生型更为敏感。因此，要想通过一次突变来降低微生物的最高生长温度是可能的；但要提高最高生长温度却绝非易事。

微生物典型活化能值在50～70kJ/mol。当温度超过最适的生长温度，比生长速率开始迅速下降，见式（1-14）。这是由于微生物的死亡速率增大。微生物死亡的活化能为300～380kJ/mol。高的死亡活化能说明，随着温度的升高，死亡速率的增加远大于低活化能的生长速率的增加。

温度影响细胞的各种代谢过程，生物大分子的组分，如RNA随温度上升比生长速率增大，细胞中的RNA和蛋白质的比例也随着增长。这说明为了支持高的生长速率，细胞需要增加RNA和蛋白质的合成。对于重组蛋白的生产，曾将温度从30℃提高到42℃来诱导产物蛋白质的形成。

几乎所有微生物的脂质成分均随生长温度而变化。温度降低时细胞脂质的不饱和脂肪酸含量增加。如表1-4所示，细菌的脂肪酸成分随温度而变化的特性是细菌对环境变化的响应。脂质的熔点与其脂肪酸的含量成正比。因膜的功能取决于膜中脂质组分的流动性，而后者又取决于脂肪酸的饱和程度，故微生物在低温下生长时必然会伴随脂肪酸不饱和程度的增加。

在过程优化中应了解温度对生长和生产的影响是不同的。如黄原胶的发酵前期的生长温度控制低一些（27℃），中后期控制在32℃，可加速前期的生长和明显提高产胶量约20％（见表1-5）。故此两目标函数必须兼顾优化［12］。

从表1-5可见，≤24℃黄原胶的形成显著滞后于生长，呈典型的次级代谢模式；≥27℃黄原胶的合成紧跟生长，从对数生长开始直到静止期。在35℃细胞生长受阻，μ=0；27～31℃下，μmax=0.26h-1；在22℃和33℃的细胞得率分别为0.53g/g和2.8g/g；在22℃和33℃的黄原胶得率分别为54％和90％。黄原胶比生产速率随温度升高而增加。黄原胶中的丙酮酸含量随温度变化在1.9％～4.5％之间，最高出现在27～30℃。这说明黄单胞菌的最适生长温度在24～27℃间，最适黄原胶形成温度在30～33℃间。培养20～25h进行变温发酵对前期生长和中后期产胶有利。

（2）机械的影响　在搅拌罐中靠近搅拌叶尖的地方是高能输入区。这里存在剪切应力的问题，特别对丝状菌，情况更为严重。

（3）渗透压对生长的影响　各种微生物对环境中渗透压变化的耐受能力是不同的。绝大多数的微生物在稀溶液中能生长，而有一种嗜高渗菌称为耐盐菌，能在NaCl饱和溶液中生长。按其耐盐程度可将微生物分成四类（表1-6）：非嗜盐菌、海洋细菌、中等嗜盐菌和极端嗜盐菌。

耐渗透性是指微生物在其内部和外界渗透压差别很大的情况下能调节其内部渗透压。K+的积累在这种调节中起主要作用。耐渗透压越强的细菌，胞内的K+强度越大。腐胺在确保胞内离子强度的大致恒定起重要作用。胞内腐胺浓度与培养基的渗透压成反比，培养基的渗透压增加，胞内的渗透压也随K+的吸收而增加。于是排出腐胺可维持大致恒定的胞内离子强度。

（4）水的活度　水对细胞的生长是非常重要的。细胞质中约80％的重量都是水，而且许多反应都需在水中进行。水又可作为反应物，参与水解反应，在电子运输链中它也是O2被还原的产物。水对细胞的影响常用水的活度Aw表示：

Aw=Ps/Pw　　（1-17）

式中，Ps和Pw分别为溶液和纯水在同一温度下的蒸汽压；Aw相当于相对湿度。

在同一温度下纯水的Aw=1。在低溶质强度的溶液中同渗重摩Os（osmolality，mol可溶物/kg溶质），纯水中的Os=0。海水含3.5％盐分，其Aw=0.98，Os=1.0；果酱含大量糖，其水活度低，Aw=0.9，Os=6.0；在蜜饯和盐湖中Aw=0.7，Os=20。各种微生物对水活度的反应是不一样的，见图1-12。细菌比霉菌对水活度更敏感。这是防止细菌污染食物的重要途径。要阻止细菌和霉菌的生长，水活度需分别低于0.9和0.7才行。革兰氏阳性细菌和酵母通常比阴性细菌更能耐受低水活度。

随Aw降低，克雷伯氏肺炎球菌的生长适应期延长，呼吸商（RQ）增加，非生长基质消耗的百分比增加，当Aw<0.983时，变化更显著，见表1-7。

Hallsworth等曾在不同温度（25℃，40℃和42.5℃）下用6种试剂（乙醇、KCl、甘油、葡萄糖、山梨醇与聚乙二醇400）改变水活度（1～0.75），比较其对米曲霉生长的影响［13］。一般来说，随温度的升高，水的活度Aw降低。含KCl、甘油、葡萄糖、山梨醇或聚乙二醇400培养基的极限水活度大约为0.85，不随温度变化。但生长在含乙醇培养基的极限Aw却随温度在0.97～0.99间变化。由乙醇诱导的水应力所致的生长抑制作用在25℃、40℃和42.5℃下分别为31％、18％和6％。对于含乙醇的培养基，每单位Aw的降低所引起的生长速率的减小随温度的升高而加大。乙醇的副作用实际上是由乙醇降低水活度和乙醇本身的毒性所致。乙醇浓度对水活度的影响见图1-13。随温度的降低，乙醇对生长的抑制作用（归咎于水应力的）的比例减小。但总的生长抑制作用相应增加，即乙醇的毒性增加。实际上，由乙醇诱导的水应力不随温度变化，换句话说，乙醇的非水应力的破坏作用在高温下变得更严重。

由乙醇引起的水活度的降低对维持细胞、酶与膜的功能和结构不利。对高浓度（>10％）乙醇的耐受量是与细胞对水活度相应降低的忍耐力有关。酵母细胞对中、高浓度乙醇的代谢响应与对水应力的响应相似。况且，受乙醇影响的胞内主要部位与受水活度影响的部位相同。乙醇会松弛DNA的超螺旋和影响调节性蛋白的结构，从而直接控制基因表达。

1.1.3.2　化学环境

化学环境是指培养基中的各种化学因素，如pH、溶氧、养分和代谢物等。养分被吸收，用于生长；也可诱导和启动代谢系统，有些化合物并不直接参与代谢。在许多生物过程中，生长不仅取决于可利用的养分的浓度，还受有害代谢物和抑制剂的影响。尤其在厌氧发酵过程中生长受发酵代谢产物的抑制，其产率和得率因而受影响。这可能是由于一些关键酶受到调节，干扰了代谢调控（特别是能量代谢以及膜的运输），最终导致生长的下降，转化率和产率降低。

（1）pH的影响　pH是微生物生长和产物合成的重要的状态参数。大多数微生物生长适应的pH跨度为3～4个pH单位，其最佳生长pH跨度在0.5～1个pH单位范围。不同微生物的生长最适pH范围不一样，细菌在pH6.5～7.5，酵母在pH4～5，霉菌在pH5～7。其所能忍受的上下限分别为：pH5～8.5、pH3.5～7.5、pH3～8.5。因pH影响跨膜pH梯度，从而影响膜的通透性。微生物的最适pH和温度之间似乎也有一定的规律：生长在最适温度高的菌种，其最适pH也相应高一些。这一规律对设计微生物生长的环境有实际意义，如控制不需要的微生物的生长。

在发酵过程中pH是变化的，这与微生物的活动有关。NH3在溶液中以的形式存在。它被转化为后，在培养基内生成H+；如以为氮源，H+被消耗，还原为；如以氨基酸作为氮源，被利用后产生的H+，使pH下降。pH改变的另一个原因是过程中产生的有机酸，如乳酸、丙酮酸或乙酸的积累。

在培养液的缓冲能力不强的情况下，pH可反映菌的生理状况。如pH上升超过最适值，意味着菌处在饥饿状态，可加糖调节。糖的过量又会使pH下降。用氨水中和有机酸需谨慎，过量的NH3会使微生物中毒，导致呼吸强度急速下降。故在通氨过程中监测溶氧浓度的变化可防止菌的中毒。常用NaOH或Ca（OH）2调节pH，但也需注意培养基的离子强度和产物的可溶性。故在工业发酵中维持生长和产物的所需最适pH是生产成败的关键之一。

不同的菌种对培养基的初始pH的敏感程度不一样，有的很敏感。如出芽短梗孢糖（EPS-pullulan）发酵［14］中，出芽短梗霉生长在初始pH为6或7的培养基中，对生长与生产的影响明显不同。前者虽然有利于生长，却不利于EPS的生产，见图1-14。由此可见，初始pH不同，会影响生长的模式，在初始pH6或5均会使发酵过程的pH维持在3.5～3.9的范围，最终的菌浓达到92g/L（DCW）；而初始pH在7.0时，其pH在发酵过程中开始缓慢下降，到第4天才跌到pH6，以后直到发酵结束，维持在pH6左右，对EPS的生产却十分有利，其发酵10d的产量为13g/L，是初始pH6.0发酵的3倍。

（2）溶氧的影响　溶氧（dissolved oxygen，简称DO，有关DO的详细介绍请参阅5.2.6节）是需氧微生物生长所必需。在生物工程中溶氧往往是需氧发酵的限制因素。DO水平低于临界氧值时比生长速率下降。各种微生物的临界氧值以空气氧饱和度表示：细菌和酵母为3％～10％，放线菌为5％～30％，霉菌为10％～15％。氧的供需关系可用式（1-18）表示：

　　 （1-18） 　　

式中，dx/dt为菌的生长速率，（g/L）/h；为以氧为基准的得率，g DCW/mol O2；KLa为体积氧传质系数，h-1；c*为氧的饱和浓度，mol/L；cL为发酵液中的氧浓度，mol/L。

在生长过程中从培养液的DO变化可以反映菌的生长生理状况。随菌种的活力和接种量以及培养基的不同，DO在培养初期开始明显下降的时间不同，一般在接种后1～5h内（这也取决于供氧状况）。通常，在对数生长期DO明显下降，从其下降的速率可估计菌的生长情况。利用灵敏度高的DO电极（其响应95％所需时间<30s），可在短时间停气和罐顶部充N2的条件下从DO下跌的速率求得菌的摄氧率［（mgO2/L）/h］。

值得注意的是在培养过程中并不是维持DO越高越好。即使是专性好氧菌，过高的DO对生长也可能不利。过高的氧的有害作用是通过形成新生O、超氧化物基和过氧化物基或羟基自由基OH-对许多细胞组分的破坏作用实现的。有些带巯基的酶对高浓度的氧敏感。好氧微生物曾发展一些机制，如形成触酶、过氧化物酶和超氧化物歧化酶（SOD），使其免遭氧的摧毁。在次级代谢产物为目标函数时控制生长免于过量是必要的。

（3）二氧化碳的影响　二氧化碳是生物呼吸和发酵的大量终产物，也可作为养分。光养细菌，如紫细菌、绿细菌和深蓝细菌全都需要光作为能源，而化学营养菌能利用CO2作为其唯一的碳源。异养菌在其组成代谢中也需要固定CO2。故环境中的CO2浓度对其生长和产物合成有影响。大多数微生物适应低CO2浓度（0.02％～0.04％）。通常，靠细胞自身的代谢活动可以满足其对CO2的需求，但在发酵前期，特别是大量通气的情况下也可能出现CO2成为限制因素，导致适应期的延长。在发酵后期生产旺盛，发酵液中会积累CO2，影响菌的发酵生理。

（4）碳源的影响　提供适当碳源是优化生长和生产的关键。生长速率，如同任何其他化学反应速率，取决于化学反应物（养分）的浓度，常用Monod关系式来描述生长速率与基质浓度S之间的关系。

μ=μmaxS/（kS+S）　　（1-19）

式中，μ和μmax分别为比生长速率和最大比生长速率，h-1；S是基质浓度，g/L；kS是时的基质浓度。

表1-8列举了不同微生物利用各种基质的最大比生长速率、得率和限制常数等。如碳源浓度大于10kS，细胞将以接近μmax的速率生长。kS值在多数情况下能反映基质的吸收机制，kS值处在100～300mg/L情况下其运输属于被动扩散，甚至是易化扩散；而kS=1～10mg/L为载体介入或主动运输。

所有养分浓度均有最高的限制，超过此限制会使生长速率下降。一般称这种现象为基质抑制作用。对糖来说，浓度大于50g/L，可能会发生基质抑制作用，多数在100～150g/L才出现。通常，抑制是由于渗透压所致。溶质浓度增加到一定程度会引起细胞脱水，进而降低生长速率，见1.1.3.1（3）小节。基质的抑制作用可用式（1-20）表达。

μ=μmaxS/（S+kS+kiSS）　　（1-20）

式中，kiS为基质抑制常数；其余符号说明见式（1-19）。

（5）氮源的影响　氨是大多数微生物的最普通的氮源。许多细菌能利用硝酸盐作为细胞的氮源，用于合成氨基酸。硝酸盐的利用需先还原为亚硝酸盐和氨。在厌氧呼吸中硝酸盐被用作终端电子受体。许多微生物偏好氨，它们也能利用复合培养基中的有机氮。

氨和氨基酸的典型kS值分别为0.1～1.0mg/L和0.003～0.2mg/L。其低kS值说明细胞对这些物质的输送采用主动运输系统。一般在环境中氮化合物浓度较低，因此，能在低浓度氮源快速生长的微生物具有重要的竞争优势。满足微生物对氮源的需求并不难，难的是氮源的过量供应会导致竞争性抑制问题。氨浓度超过3～5g/L，往往会引起抑制作用。如培养基缺少碳源，菌会利用氨基酸的碳架，从而导致氨的积累。如以硝酸盐作为氮源，它可能会部分还原成对细胞有害的。故氮源的影响不仅来自NH3，也可以来自能最终降解成NH3的代谢物。

（6）烷醇　在大多数厌氧和若干需氧生物过程中常生成代谢产物或副产物的烷醇，如乙醇、丙醇、异丙醇、丙二醇、丁醇或2，3-丁二醇。酵母、细菌（发酵单胞菌属和梭状芽孢杆菌属）。可利用各种碳源，但一般更喜欢葡萄糖。乙醇是生物过程的最为重要产物之一。除了传统的酵母发酵，对运动发酵单胞菌的乙醇发酵也很重视，其体积产率和产物浓度受到乙醇或其他烷醇的限制。大多数细菌的生长对乙醇的敏感浓度在1～100g/L的范围。据报道，乙醇通过影响电中性载体介入运输系统抑制葡萄糖的吸收，和通过干扰跨膜电位而影响氨的吸收。其主要作用在于乙醇与细胞膜的相互作用，增加膜的流动性，由此干扰了位于膜上的酶的脂质环境。最后便出现离子与代谢物的膜渗漏，尤其是质子被动流入的增强，导致跨膜电位及其关联的离子运输和能量转换过程的失控，见图1-15。随着乙醇浓度的增加，其他环境参数，如温度和pH对膜运输过程的影响加深［16］。酵母和若干细菌能通过改变其膜脂质组分以适应乙醇对膜的干扰作用。

（7）有机酸　微生物对碳源的不完全氧化会产生各种有机酸。尽管这些酸是厌氧发酵的代谢产物，在需氧发酵的条件下，特别是氧的供应受到限制或在高生长速率的情况下也会产生乙酸。已知有机酸，特别在低pH下会抑制微生物的生长。对一些细菌和酵母来说，未解离形式的有机酸是毒性的根源。这种抑制生长的作用是非竞争性的。有机酸干扰膜的功能，其毒性与膜脂质的溶解度有关。未离解有机酸使膜中毒的临界浓度在0.4～0.5g/L。未离解的有机酸可以自由出入微生物的质膜，降低胞内pH，酸化细胞质。它们干扰能量偶合过程，降低能量生成的效率，增加细胞对能量的需求。抑制作用的最终结果是代谢途径的改变，从而降低细胞生长和产物形成的速率。

1.1.4　生长的变量和约束

如同微生物对其环境的响应是多方面的，生长速率也受内在因素，包括形态组织、代谢模式（速率限制步骤、化学计量）、胞内控制以及物理约束（物质与能量守恒定律）的影响。

1.1.4.1　细胞的大分子成分

生长可以看作是各种复杂化学反应的总和。各种微生物的倍增时间的分布见图1-16。在一定的养分、生长因子和物理条件下细胞总是设法尽量利用所提供的条件，从而获得高生长速率和得率。同时，许多微生物能改变其胞内组分以适应环境。如增殖细胞的所有成分与亲代一致，便可认为获得平衡的生长。在这些条件下细胞数目的增长与细胞质量的增长成正比，其细胞成分没有什么变化。通常在生物反应器中只有连续培养在一种稀释速率下才能获得平衡生长。在不同的生长速率下细胞成分会发生显著的变化，见图1-17。尤其是，随生长速率的增加RNA的含量也在增长。

1.1.4.2　限制步骤

基质消耗与生长之间存在线性关联。

rS=μ/YX/S+m　　（1-21）

式中，rS为基质消耗，（g/g）/h；μ/YX/S代表基质用于生长，（g/g）/h；m为基质用于维持，（g/g）/h。

式（1-21）与Monod模型构成动力学模型的核心。实际上基质消耗受基质浓度和膜运输酶步骤的控制，可用米氏动力学模型描述：

rS=rS，maxS/（kS+S）　　（1-22）

生长速率本身则受这种基质消耗速率的控制：

μ=YX/S-Ym　　（1-23）

式（1-22）和式（1-23）同样构成动力学模型的核心。大多数异养菌用碳源作为能源。其中一部分结合到细胞中，其余被氧化，用于能量的产生和最终被分泌出去，随基质的不同，其得率也不同，见表1-8。对许多需氧和厌氧生物过程来说，有机基质的消耗与能量产生是快速生长或高生长得率的限制因素（见1.1.4.3节）。受有限基质消耗控制的生长一般称为能量限制式生长。

同样，其他养分，如氨也常与生长呈线性关系。对能量受限制的生长，即使氨在培养基中是过量存在的，氨的吸收只是根据生长的需求。反过来，如氨浓度较低，氨的消耗便控制生长，这种情况称为氨限制式生长，而细胞则按化学计量调节其他养分的消耗速率。因此，在养分消耗或胞内代谢方面只有少数有限步骤能决定总生长速率和整个发酵模式。在酵母的生产中应避免氧的限制，在发酵后期补料的减少导致生长速率的下降和细胞对氧的需求减少。

1.1.4.3　生长对能量的需求

在理论上对需氧呼吸每消耗0.5mmol O2，形成2～3mol ATP（P/O）。基质的能量得率取决于其还原程度。对于葡萄糖，在呼吸中每分解代谢1mol葡萄糖，要形成38mol ATP。对于厌氧发酵过程，氧不作为电子受体，从有机基质来的电子被转移给分解代谢物，最终作为产物分泌出去。此过程的能量得率可以从基质能提供的电子求得，每消耗1mol葡萄糖形成1～3mol ATP（取决于产物和所用的生化途经）。这只代表约2％的葡萄糖燃烧能量。

能量分配机制更为复杂。Pirt引入与生长无关的能量需求，能量用于维持的概念。这种维持能量需求主要用于细胞成分的周转、胞内控制、膜电位和细胞运动的维持。没有能量的消费，细胞将瓦解和死亡。

对于许多不同微生物的生长，由分解代谢产生的ATP得率YATP约为10.5g细胞/mol ATP。从单体或葡萄糖合成细胞化合物计算理论得率，约得32g细胞/mol ATP。有关生物量得率的化学计量限制问题请参阅1.3生长效率。

1.1.4.4　微生物热的释放

发酵过程中从工业发酵罐除去大量生物热并不容易，特别在表面积与体积之比较小和热天冷却水与发酵液的温差较小的情况下更难做到。然而，生物热的释放可用于间接估算微生物生长，参阅1.1.2.3（1）节。

在每一个代谢步骤中，如同任何化学反应那样，都包含一种熵的变化。在活细胞中这种变化在正常情况下总是伴随着热的释放。在生长期间细胞以ATP高能键方式捕集有用的能，提供各种生化反应所需的能源。在ATP的形成中只有40％～75％的反应能被以ATP的方式保留下来，其余以热的形式释放。利用ATP时又产生附加的热。图1-18显示在链霉菌发酵期间热的释放与能量保留在合成的细胞之间的差异。显然，在生长停止后热的释放继续进行。这是由于细胞将能量用于与生长无关的代谢所致。

Cooney等指出许多不同需氧微生物的氧耗与产热之间的关系为每消耗1mol氧约产生440kJ热量。对厌氧过程产生的发酵热取决于发酵产物，一般比需氧过程低，每消耗1mol葡萄糖产生2mol乙醇、2molATP和约20kJ的热。若基质与产物能完全定量，借热力学循环可以计算生物过程的热。由于几乎所有化学化合物的燃烧热都是已知的，反应热可以用式（1-24）求得：

ΔH（反应）=∑ΔHcom（产物）-∑ΔHcom（基质）　　（1-24）

实际应用中存在一些困难。因整个生长过程是在溶液中进行的，溶液温度必须考虑在内。另外，元素的成分和生物量的燃烧热难于估算；文献提供的数据往往不怎么精确，在大多数情况下磷、硫和微量元素的含量是不确切的；基质、产物和生物量的测量也不够准确，因此凭这些信息还难于准确预测培养的温度。尽管如此，这种热力学计算还是有助于估算单一因素对热释放的影响。在许多情况下，量热法对在线跟踪生物过程的化学计量变化很有用。