根据分子生物学的中心法则，DNA是遗传信息的携带者，RNA是基因的转录产物，蛋白质是结构基因的最终产物，因此，对基因的分析与检测可以在DNA、RNA或蛋白质水平上进行。针对各种水平的检测出现很多种检测技术，根据研究切入点不同，可选择不同的技术或多个技术同时应用以达到对基因定性或定量检测分析的目的。

健康人或者良性疾病患者体内癌基因或抑癌基因含量甚微，几乎测不到。可是在癌症患者，由于肿瘤细胞浸润正常组织，引起机体免疫功能障碍和代谢异常，这些与癌症有关的基因，在患者体液、排泄物及组织中含量明显升高。因此，癌基因和抑癌基因及其产物（糖蛋白、酶和同工酶等）都可以作为肿瘤标志物用于癌基因检测。癌基因或抑癌基因检测的最基本方法是核酸杂交和PCR技术，而DNA序列测定是最直接、最准确检测癌基因或抑癌基因的手段，DNA芯片技术是近年来兴起的基因分析和检测技术。针对基因表达产物的检测手段有蛋白质印迹法（Western blotting）、酶联免疫吸附法、免疫组织化学法。

DNA、mRNA是遗传信息的携带者，因此利用DNA/mRNA定性及定量分析从不同角度对癌基因及基因组进行研究，对肿瘤诊断以及分析肿瘤发生原因有重要意义。

在核酸分子杂交中，选用已知顺序核酸片段作为探针，经放射性同位素或非放射性物质标记后，与未知的目的核酸链进行杂交，分离已杂交和未杂交的标记核酸片段，通过标记信号检测可以对未知目的核酸链进行定性、定量分析。

核酸分子杂交可根据不同形式杂交分为以下几类:

最经典的基因分析方法，用于DNA检测，不仅能通过特定的基因探针检测出特异DNA片段，用于基因限制性内切酶谱分析和基因突变分析，还能分析基因拷贝数的变化，对基因进行定量分析。主要过程是电泳酶解后的DNA片段，将DNA片段转移到合适的固相支持物，如硝酸纤维素膜或尼龙膜上，将标记探针与膜上DNA片段杂交，分析杂交信号。将DNA片段转移到固相膜的过程对杂交成败也有重要影响，可采用毛细管虹吸转膜法、电转膜法、真空转膜法和碱转膜法，最常用的是毛细管虹吸转膜法。

分析基因拷贝数变化时，DNA的酶切消化非常重要。只有通过适当的酶切消化，才能保证酶切后的DNA片段保持基因的完整性，即选择基因内部不含相应酶切位点的限制性内切酶消化基因组DNA。因此，DNA印迹法（Southern blotting）只能分析已知基因的拷贝数。另外，选择的内切酶应该能将基因组DNA切成各种长度的DNA片段，才能保证检测基因的多个拷贝不会出现在同一段DNA片段中。

检测对象是RNA，能对组织中总RNA或mRNA进行定性和定量分析。基本方法与DNA印迹法类似，RNA样品制备和电泳分离是关键步骤。一般Northern Blot用总RNA进行直接杂交反应，为防止RNA二级空间结构对电泳结果的影响，分离RNA时采用变性电泳，但这又增加了RNA降解的机会，操作技巧要求较高，实验结果稳定性不佳，现在较少使用。

既可以检测DNA也可检测RNA，用于检测基因组中特定基因及其表达的定性和定量分析。待测DNA或RNA变性后点加在硝酸纤维素膜（或尼龙膜、NC膜）上，用已标记的探针进行杂交，洗膜（除去未结合的探针），放射自显影，判断是否有杂交及其杂交强度，主要用于基因缺失或拷贝数改变的检测。此方法简单、快速、灵敏，样品量少，但不能鉴定分析基因的分子量，特异性低。

是细胞学技术与核酸杂交技术相结合的一种核酸分子杂交技术，用核酸探针与细胞涂片、压片、细胞悬液底片或组织切片上具有互补序列的单链DNA或RNA杂交，然后通过放射自显影或酶底物显色或激发荧光等方法检测待测核酸分子，用于检测特定基因在染色体上的位置以及在细胞中的位置、数目及类型，还可对特定基因的表达进行细胞定位。目前常用原位杂交方法是荧光原位杂交（fluorescence in situ hybridization，FISH），即核酸探针是特殊荧光素标记的探针。

核酸探针由核苷酸链和可示踪的标记物两部分组成。核苷酸链可以是DNA、RNA、cDNA，或是人工合成的寡核苷酸链。cDNA探针是应用最广泛的核酸探针，通过提取纯度较高mRNA逆转录成cDNA。不管选用何种探针，最重要的是探针核酸序列的选择，探针核酸序列是根据待测核酸序列选择的，如突变基因中含突变位点或突变区的序列。在进行基因拷贝数检测时，一般来说，基因上的任何序列都可以作为制备探针的序列，但在群体中分析某个基因拷贝数的变化时，要考虑特定基因的重复性常发生在哪些序列、哪些重复序列保守性高、哪些重复序列相对稳定等，这样才能保证选出的基因探针能与群体中的基因序列发生杂交反应。另外，探针序列长度也是应考虑的问题，探针信号的选择也很重要，最早是同位素标记，现在也出现化学发光标记、荧光标记和酶底物显色标记。

聚合酶链反应（polymerase chain reaction，PCR）是一种体外扩增DNA的方法，其基本原理是引物与模板DNA同源序列按碱基互补配对原则形成局部双链，再在DNA聚合酶的催化下引导新链DNA的形成，一般经过25～30次变性、退火和延伸的循环，可以获得特异性PCR扩增产物。PCR可进行已知序列或已知部分序列的检测，或扩增出已知片段再利用其他方法进行分析。

若已确定某基因存在位点的缺失或突变并且基因结构是已知的，可以直接应用PCR技术，根据其特性扩增条带分析基因缺失或基因突变。

DNA经变性形成单链后，在中性条件下单链DNA会因其分子内碱基之间的相互作用形成一定的立体构想，相同长度的单链DNA，碱基发生突变时其单链的构象会发生变化，在凝胶上泳动的位置就会发生变化，这就是单链构象多态性（single strand conformation polymorphism，SSCP）。PCR-SSCP技术是将PCR产物再变性为单链，然后进行非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳，单个核苷酸的改变即会造成DNA片段单链构象的改变，使泳动速率发生改变，从而检测出是否存在基因突变。

双链DNA在一定浓度的变性剂作用下，会发生变性而解链，导致DNA分子的电泳迁移率改变。变性梯度凝胶电泳（denaturing gradient gel electrophoresis，DGGE）制备含有浓度从低到高的变性剂的凝胶，然后将待分析PCR产物在凝胶中进行电泳分析，电泳开始时，DNA在凝胶中迁移速率仅与分子大小有关，当DNA泳动到变性剂浓度能使DNA发生变性的位置时，DNA双链开始分开，从而降低其迁移速率。由于不同的DNA片段中碱基组成有所差异，所需变性剂的浓度也有所不同，即使只有一个碱基差异的DNA分子，在变形梯度电泳中也会形成速率不同的条带。因此若有基因突变，通过此方法可以检测出来。但若突变区位于高熔点区如GC富集区则难以检测出基因突变，因为温度升高会使迁移率变化减少。

DNA序列中的某个碱基若发生突变，突变所在部位的DNA序列就会产生（或缺失）某种限制性内切酶位点，利用该限制性内切酶消化此DNA时，便会产生与正常不同的限制性片段，在电泳条带数量和大小会有所改变，根据这些变化可以判断突变是否存在，这就是限制性片段多态性分析（restriction fragment length polymorphism，RFLP）的原理。PCR-RFLP是用PCR技术扩增含有待测位点的DNA片段，然后用识别该位点的限制性内切酶水解DNA片段，根据限制性片段的数量和长度检测是否有基因突变，这种方法只能对已知突变的癌基因或抑癌基因进行检测。

等位基因特异性寡核苷酸探针（allele specific oligonucleotide，ASO）指针对已知突变分别合成与无突变序列互补的正常探针和与突变序列互补的突变探针。PCR-ASO是采用PCR技术扩增受检者基因的目标片段，将其与相应ASO探针进行斑点杂交，如果从受检者DNA扩增的PCR产物与正常探针杂交，而不与突变探针杂交，表示受检者不存在这种突变基因；如果只有突变探针可以杂交，说明突变基因是纯合子；如果突变探针和正常探针都可以杂交，说明突变基因是杂合子。针对常见的突变体类型，合成正常探针和突变探针序列和相应的PCR引物，在进行基因检测时，只需用PCR扩增出来的DNA片段与ASO杂交，就能对特定的突变位点进行鉴定。

PCR-ASO是将PCR产物固定在膜上形成固定相，而ASO探针是在液相中，而反向点杂交（reverse dot blot，RDB）是将ASO探针固定形成固定相，PCR产物在杂交液中，基本原理与PCR-ASO完全相同。

基因拷贝数变化是影响基因功能的一个重要原因，有些肿瘤的发生不是因为基因突变，而是因为基因拷贝数增加而导致。基因的拷贝可位于一条染色体上也可以位于不同染色体上，若通过序列测定检测有无拷贝数的变化必须进行人类基因组测序，这将是一个庞大烦琐的工作。如前所述，Southern Blot可以检测出基因拷贝数的变化，应用PCR技术也可以检测基因拷贝数的变化。传统PCR技术使基因经过高达20～30次的变性、退火、延伸后已无明显数量的差异，已无法判断样本间基因拷贝数的差异，因此不适用于检测基因拷贝数的变化，而差异显示PCR和实时PCR则可以进行检测。

差异显示PCR（differential display PCR）是利用短的随机引物将模板DNA或cDNA序列扩增为长短不同的DNA片段，如果相同引物用于扩增来源于两个不同组织的DNA，电泳图谱上可能出现具有差异性的片段区，根据此差异可以推断基因或DNA序列可能存在的拷贝数差异。

实时PCR（real-time PCR）是指在PCR反应体系中加入一种双色荧光标记的寡核苷酸探针，并根据探针上荧光信号累积实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量的方法。

RT-PCR是一种以mRNA为模板的体外扩增cDNA技术，提取细胞总RNA，然后将其中的mRNA在体外逆转录成cDNA，再以cDNA为模板进行特定基因PCR扩增。RT-PCR一般用于RNA定性分析。

DNA序列测定可以确定癌基因及基因组的一级结构，可以检测由于基因突变而导致的基因结构异常，是检测癌基因和抑癌基因最直接、最准确的方法。DNA序列测量的基本方法是双脱氧链终止法和化学裂解法，随着PCR和荧光标记技术的出现，将DNA序列测量与这两种技术相结合，创立了PCR测序技术。

20世纪70年代，英国科学家Sanger创建此方法测定核酸序列。在DNA聚合酶的催化下，以单链或双链DNA为模板，采用DNA引物引导新链DNA合成，Sanger在DNA合成底物中加入2′，3′-双脱氧核苷三磷酸（ddNTP），当ddNTP掺入到新链DNA时，会终止新链的延伸，通过聚丙烯酰胺凝胶电泳可以分辨出具有特定末端不同长短的DNA片段。早期Sanger法设置四个反应，分别加入四种ddNTP，使每个反应所得到的新链DNA都以相同的ddNTP结尾，并且采用一种同位素标记的dNTP为检测信号，各反应产物电泳后，根据片段泳动位置的不同依次阅读末端双脱氧核苷酸而确定DNA序列。PCR技术出现后，采用四种不同荧光素标记ddNTP，在一个PCR反应体系对DNA序列进行分析，使DNA序列测定更快速、简便、灵敏，重复性好。

化学裂解法是通过将待测DNA片段3′或5′端进行放射性同位素标记，再将标记后的DNA片段分为四组，每组用不同的化学试剂处理，造成碱基特异性切割，使各组分别形成以特异性碱基结尾的长度不同的DNA片段，四组产物通过变性聚丙烯酰胺凝胶电泳及放射自显后读出样品的DNA序列。因为此方法操作烦琐，故不常应用。

DNA序列测量可揭示基因及基因组一级结构的变化，通过比较不同生物以及人与人之间基因组和基因序列，可以发现基因的差异。因此DNA序列测量常用于分析基因及基因组的变异情况，通过逐一阅读基因的DNA序列，可以准确发现突变位点和突变碱基。

DNA芯片是生物芯片的一种，又称基因芯片、cDNA微阵列（cDNA microarray）或寡核苷酸微芯片（oligonucleotide microchip），是通过微电子技术将大量特定序列的寡核苷酸片段或基因片段即靶探针按矩阵方式高密度固定在玻璃、硅片等支持物上，借助碱基互补配对原理，与荧光或同位素标记样品分子杂交，然后洗去没有互补结合反应的片段，再通过激光共聚焦荧光检测系统对芯片进行扫描，并配以计算机分析软件对每一探针上的荧光信号作出比较和检测，从而迅速得出需要的信息。可用于基因表达检测、DNA测序、突变体和多态性检测、寻找新基因等方面，其中表达谱在肿瘤研究方面具有较大的潜力和价值。

蛋白质作为结构基因表达的最终产物，研究蛋白质的质和量变化也能反映基因的表达活性。一般采用免疫印记技术（Western Blot）或免疫组织化学染色等对蛋白质进行分析，若分析活细胞上待测蛋白的表达还可以采用流式细胞术。近年来随着技术的不断进展，蛋白质芯片技术也越来越多用于研究，目前用于肿瘤研究中的最常用方法是免疫组织化学法。如果由于基因结构异常导致肿瘤发生，通常会造成该异常结构基因表达蛋白质的异常，如出现肿瘤特异性抗原、激素、酶和同工酶等，这些物质存在于肿瘤细胞的细胞核、细胞质、细胞膜或体液中，但不存在于正常人组织细胞中或肿瘤标本中含量超过正常含量，通过检测这些肿瘤标志蛋白，可间接地检测和分析相应的癌基因或抑癌基因。

免疫组织化学是应用免疫学基本原理——抗原抗体反应，即抗原与抗体特异性结合的原理，通过化学反应使能与待测蛋白相结合的标记抗体的显色剂显色来确定组织细胞内抗原（多肽和蛋白质），对其进行定位、定性及定量的研究。基本过程可分为:①抗体制备和标记；②标本（细胞或组织）制备；③组化染色；④结果观察。其中抗体标记对实验灵敏性影响最大，标记物可分为荧光素、放射性核素、酶等，其中酶标抗体显色较常用。

酶联免疫吸附法（enzyme linked immunosorbent assay，ELISA）是现在应用较广泛的一种检测癌基因蛋白的方法，基本原理是:①使检测蛋白结合到某种固相载体表面，并保持其免疫活性；②使该蛋白的抗体与某种酶连接成酶标抗体，这种酶标抗体既保留其免疫活性，又保留酶活性。在测定时，受检标本先与固相载体表面抗体起反应，使受检标本固定于载体上，然后酶标抗体与受检标本发生抗原抗体反应，酶标记抗体间接固定于载体上，洗涤方法使固相载体上除抗原抗体复合物以外的其他物质，最后结合在固相载体上的酶量与标本中受检物质的量成一定的比例，加入酶反应底物，底物被酶催化变为有色产物，产物的量与标本中受检物质的量直接相关，故可根据颜色反应的深浅定性或定量分析。由于酶催化频率高，故可极大地放大反应效果，从而使测定方法获得较高敏感度。ELISA法灵敏、特异、简便，只要有相应基因蛋白的抗体就可以检测，因而在癌基因蛋白检测中广为应用。体外合成癌基因或抑癌基因的高度保守及特异的肽片段，获得直接抗癌基因或抑癌基因蛋白的单克隆抗体，即可用于ELISA的抗体。

蛋白质印迹法（Western blotting）是一种免疫印记技术，基本原理与核酸分子杂交相似，只是探针为偶联有标记物的抗体分子，检测转移到固相支持物上的蛋白质分子。当在蛋白质水平检测特定基因活性时，应首先选择蛋白质印迹法对细胞中的特定蛋白进行定性分析，确定有无这种基因的表达产物，再对蛋白质表达水平进行检测。蛋白质印迹法检测蛋白质时要求蛋白质含量比较高，而癌基因或抑癌基因的表达水平较低，因此检测癌基因表达蛋白时，先要对目标蛋白进行浓缩，可采用免疫沉淀技术，即将抗体分子先结合到固相载体上，然后与目标蛋白的细胞裂解液进行杂交，利用磁场或离心等技术将结合在抗体上的目标蛋白收集起来，电泳分离，用于蛋白质印迹法。

流式细胞术基本原理也是抗原抗体的特异性结合，抗原一般位于活细胞表面或内部的蛋白质分子，用荧光标记的抗体与抗原结合，经过流式细胞仪分析荧光信号，从而根据细胞表达特定蛋白质的情况对基因的表达活性进行判断，是一种快速定量分析细胞的新技术，又称荧光激活细胞分拣技术（fluorescence-activated cell sorting，FACS），这种技术在检测免疫细胞的特定基因表达较常用，也可用于检测表达产物位于细胞表面活细胞内的癌基因或抑癌基因。

以上介绍的技术方法可单独使用，也可以结合应用，在应用时应根据研究的切入点及癌基因和抑癌基因的产生形式不同而选择不同的检测方法或多种方法结合。一般来说，检测基因扩增和过表达可以采用半定量PCR或RT-PCR、Southern blotting或Northern blotting等技术；基因突变检测可采用PCR-SSCP、PCR-DGGE等方法，对于已知突变基因检测可用PCRRFLPs、PCR-ASO或PCR-RDB，而基因序列测量不仅能检测出有无突变，还能检测突变的具体位置和突变的类型、获得碱基组成和顺序改变的详细信息；针对癌基因或抑癌基因表达活性的检测，目前较为广泛应用的是免疫组织化学法检测相关蛋白。